不可以，原代T细胞因自身独特的免疫特性，其细胞内的cGAS-STING信号通路对外源双链DNA较为敏感，不仅引发细胞周期阻滞，还会通过内源性凋亡途径导致细胞死亡，常规转染条件下，其细胞活率和阳性率会显著降低。见参考文献：Enhancement of the viability of T cells electroporated with DNA via osmotic dampening of the DNA-sensing cGAS–STING pathway. Nature Biomedical Engineering.
① 本试剂离心程序设置均为室温，300g，5分钟；
② 在转染结束后，可加入1 mL完全培养基轻吹混匀，终止转染的同时可去除转染试剂对细胞离心的影响（转染试剂轻微粘稠是属于正常现象）；
③ 在转染结束时，EP管离心后没有看到细胞沉淀是正常现象，这是细胞量较少导致的，可在吸取上清液时留20-50 μL液体，防止吸取到细胞。
原因1 转染试剂使用不规范
1.1试剂用量：建议按照说明书的比例混合转染液与细胞悬液（贴壁转染时混合对应体积无血清培养基），如96孔转染时，使用40 μL转染液混合20 μL/细胞悬液，若细胞悬液偏少，将导致转染后细胞死亡。在下次转染时用量减半进行尝试。
1.2试剂储存：转染试剂过期或保存不当，如反复冻融、过分搅动或振荡等，降低转染效率。GentleFectTM转染试剂，长期-20℃保存，分装可短期保存于4℃（约3个月），用时可提前震荡5-10s。
原因2 实验操作不规范
2.1 转染液与细胞悬液混合时未吹打；此操作会导致细胞局部转染液浓度过高，而产生细胞损伤；
2.2 转染完成时，未加完全培养基或少加完全培养基便进行离心：转染完成后，需要加入足够完全培养基终止转染（如5倍以上转染液体积），吹打混匀后，再进行离心。
2.3 离心弃上清；离心完成后，细胞在离心管底，吸去上清时需要小心，可以保留50μL体积，以防吸取到细胞，导致细胞数变少。
原因3 转染时间因素
转染的时间过长可能会对细胞产生负面影响。转染液与细胞的孵育时间过长，细胞可能会过度摄取复合物，导致细胞内的代谢负担过重。因此原代细胞首次尝试，建议转染液与细胞孵育时间不超过30分钟，细胞系转染孵育时间建议不超过1h，若细胞系较为脆弱难养，孵育时间也可以缩短为30分钟，后续优化实验条件可尝试更长时间的孵育以提高转染效率。
原因4 核酸质量因素
如果DNA或RNA样品中含有内毒素、蛋白质或其他杂质，可能会引发细胞的免疫反应或毒性作用。例如，内毒素可以激活细胞内的炎症信号通路，导致细胞产生应激反应，出现生长迟缓、凋亡等情况。因此在转染时需确保核酸的纯度：一般商业化mRNA和siRNA合成纯度较高，均可以使用；实验室质粒提取时，推荐使用无内毒试剂盒进行质粒DNA提取，并确保A260/A280的OD值在1.8-2.0之间，使用无核酸酶水，最终洗脱DNA到1.0 μg/μl浓度。此外过高的核酸用量会对细胞产生不良影响。过多的外源性核酸进入细胞后，可能会干扰细胞内的正常基因表达调控机制，导致细胞代谢紊乱。
原因5 细胞自身因素
细胞状态：细胞的生长状态对转染后的存活和功能至关重要。如果细胞在转染前生长不健康，如处于对数生长期晚期或已经过度汇合，细胞的生理功能可能已经受到影响，对转染过程的耐受性会降低。此时细胞的细胞膜流动性可能下降，胞饮作用等与转染相关的细胞机制也会受到干扰。因此转染前细胞汇合度在70%-80%，细胞活率在90%以上，更易于提高细胞转染效率和细胞活率。
原因6 其他因素
细胞污染：细胞污染也是造成细胞死亡，转染效率低下的一大原因。转染细胞用的质粒必须保证无菌，如果质粒被细菌污染，可能会导致细胞死亡。
环境因素：转染过程中的温度和二氧化碳浓度等环境因素也会影响细胞状态。不合适的温度会影响细胞的代谢速率和细胞膜的流动性，进而影响转染效率和细胞健康。因此转染孵育须在温度为37℃，CO2浓度为5%的培养箱中进行。
原因1 影响转染效率的因素
1.1 转染试剂和核酸混合不均匀；配置转染液时，需要按说明书比例配置，并混合均匀（如枪头吹打30次），并静置3分钟以上。（Tip：建议先配置转染液再处理细胞，可以节省操作时间）
1.2 转染前未进行细胞洗涤；本试剂核心组成成分为多肽，因此转染时不能有蛋白类物质的影响，建议使用Opti-MEM或PBS等培养液洗涤1-2次以去FBS等蛋白物质的影响。
1.3 转染液与细胞混合不均匀：转染时，需严格按照说明书建议比例，混合相应体积的转染液和细胞悬液（贴壁转染时混合对应体积无血清培养基），并轻柔吹打混匀。细胞悬液多加时，会影响转染效率；细胞悬液少加时，会影响细胞活率。
1.4 细胞状态的影响；细胞状态会显著影响转染效率，建议转染时细胞活率>90%，处于对数生长期。
1.5 细胞密度的影响：转染时细胞密度过低或过高，均会影响转染效率。一般贴壁细胞转染时密度以70%-80%为宜，悬浮细胞以1×10⁵个/孔（96孔板）为宜。
原因2 核酸问题
2.1 核酸质量问题：质粒纯度不够、质粒降解或超螺旋比例低、质粒过大、含有细菌LPS或其他对细胞有毒害作用的物质，会影响转染效率。需对质粒进行纯化和浓缩，确保质粒质量良好，纯度高，无杂质。并且在实验时建议加入阳性对照组。mRNA则容易降解，需要保存在-80度，避免反复冻融，并使用无RNA酶的EP管。(Note:一般商业化mRNA和siRNA合成纯度较高，均可以使用；实验室质粒提取时，推荐使用无内毒试剂盒进行质粒DNA提取，并确保A260/A280的OD值在1.8-2.0之间，使用无核酸酶水，最终洗脱DNA到1.0 μg/μl浓度左右。)
2.2 核酸用量不足：用于转染的核酸数量少，可能导致转染效率低。在实验前可进行预实验，优化试剂用量和核酸用量。
原因3 细胞类型原因
3.1 细胞类型难转染：如原代T细胞、原代B细胞等髓系细胞由于自身cGAS-STING信号通路对外源双链DNA较为敏感，不能转染质粒DNA；巨噬细胞本身转染难度较大，尤其是转染质粒DNA，噬细胞会将外源DNA识别为“病原体”，通过吞噬体/溶酶体系统将其降解，导致DNA在进入细胞核前就被破坏；这类细胞在转染时优先考虑mRNA转染。
3.2 细胞没有激活：免疫系统的原代细胞（如T细胞、B细胞、树突状细胞等）在体内通常处于静息状态（Resting State），这是维持免疫稳态的关键机制。但在体外研究中，必须通过人工激活才能模拟其生理功能或病理反应。另外静息状态下的NK细胞天然具备“抗感染”和“抗转染”屏障，只有活化才能打破这些限制，因此NK细胞也需要活化后才能进行转染。免疫系统细胞和NK细胞在活化后的2-5天转染效率较高，活化后最少要让细胞恢复24小时后再开始转染，5天后的原代细胞开始老化，转染效率开始降低，因此要把我细胞的最佳转染时间。
